小鼠尾静脉注射显像仪使用方法详解

　　KW-XXY小鼠尾静脉注射显像仪通过特殊光源与自动化设计，显著提升了小鼠尾静脉注射的成功率，尤其适合科研新手及高精度实验需求。以下从操作流程、技术要点及注意事项三方面展开说明。
 

　　一、操作流程

　　1.设备准备：将仪器放置于避强光的实验台，连接电源适配器，确认主机指示灯亮起。检查快装鼠筒是否清洁，压尾器压力范围需在0.5-1.2N内，确保光源行程调节旋钮（0-35mm）灵活。

　　2.动物固定：采用后拉尾式装鼠方式：将小鼠轻轻拉入鼠筒，前堵头固定时避开气管压迫，通过透明有机玻璃观察呼吸起伏，确认动物舒适且无法自由活动。将鼠筒置于主机面板槽内，鼠尾通过开口档板置入压尾器沟槽，开启自动压尾功能。

　　3.血管显影：打开1W LED黄光光源，通过无级调光旋钮调整光强。在暗室环境下，血管因血红蛋白吸收特定波长光而显影为黑色。若血管不清晰，可用酒精棉球擦拭鼠尾或45℃温水浸泡1-2分钟促进血管扩张，必要时调整光源行程至最佳注射位点。

　　4.注射操作：选择27-30G针头，以15-20°角平行进针。见回血后推进0.5-1cm，轻摆针头观察血管是否同步摆动以确认位置。推注药液时流速≤0.2ml/秒，单次注射量不超过体重的1%（≤0.2ml）。注射完成后用棉球按压针孔30秒以上，避免皮下出血。

　　二、技术要点

　　1.光源优化：透射光强度需根据环境亮度动态调节，避免强光直射导致血管显影模糊。

　　2.压尾控制：自动压尾装置可阻断尾部血流，使血管充盈度提升40%，但压力需≤300g以防止组织损伤。

　　3.位点轮换：连续注射需间隔≥0.5cm，单血管24小时内禁重复穿刺，长期实验需监测尾部纤维化。

　　三、注意事项

　　1.动物福利：操作全程轻柔，避免应激反应；若误入动脉需反向注入1ml生理盐水冲洗。

　　2.设备维护：每月校准压尾压力，注射器需蛋白酶浸泡清洁，废弃物按生物安全规范处理。

　　3.应急处理：药液外渗时立即停针，改注0.5ml生理盐水稀释；若注射阻力突增或局部肿胀，需重新评估血管状态。

　　小鼠尾静脉注射显像仪通过自动化压尾与可视化血管定位，将单次注射时间缩短至15秒内，成功率较传统方法提升3倍，是基因治疗、荧光标记药物研发等领域的理想工具。